Introduction
La maturation ovocytaire est un processus complexe et finement régulé qui permet à l'ovocyte de devenir fécondable. Un événement crucial de cette maturation est la rupture de la vésicule germinative (Rvg), une étape qui marque la reprise de la méiose. Cet article explore en détail les mécanismes et les conséquences de la RvG, en s'appuyant sur les connaissances actuelles.
Structure et Polarité de l'Ovocyte
L'ovocyte de xénope, un modèle d'étude privilégié, présente une polarité marquée. On distingue un hémisphère animal, contenant le noyau (vésicule germinative) et une zone claire appelée tache de maturation, et un hémisphère végétatif, riche en pigment et correspondant au futur axe antéro-postérieur de l'embryon (fig. 2 et 4). Le diamètre d'un ovocyte varie de 1,1 à 1,3 mm.
La Spermatogenèse et le Spermatozoïde
Parallèlement à la maturation ovocytaire, la spermatogenèse produit les spermatozoïdes, les gamètes mâles (fig.1A). D'environ 28 microns de longueur, un spermatozoïde possède une morphologie classique avec un flagelle (fig.1B). Les spermatozoïdes doivent être mobiles, propulsés par leur flagelle. In vivo, c'est au cours du passage du col qu'elles le sont et dans les trompes.
La Maturation Ovocytaire : De l'Ovocyte Primaire à l'Ovocyte Secondaire Fécondable
La maturation ovocytaire est un processus qui transforme l'ovocyte primaire ovarien en un ovocyte secondaire fécondable, prêt à être pondu dans le milieu extérieur (Fig.7). Cette transformation implique plusieurs étapes clés, dont la reprise de la méiose, la condensation des chromosomes et des remodelages du cytosquelette.
Le Rôle du MPF (M-Phase Promoting Factor)
La reprise de la méiose, qui aboutit à l'expulsion du premier globule polaire (1er GP), est déclenchée par le MPF (M-phase promoting factor). La RvG correspond à un passage du stade G2 au stade M, induit par le MPF. La cascade d'événements menant à la RvG implique le plissement de l'enveloppe de la vésicule germinale, la disparition des pores de cette enveloppe et sa rupture. Le contenu nucléoplasmique est alors libéré dans le cytoplasme de l'ovocyte.
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Mécanismes Moléculaires de la RvG
Le mécanisme précis de la RvG n'est pas encore entièrement élucidé, mais il est clair que le MPF joue un rôle central. L'activation du MPF entraîne la phosphorylation de protéines cibles, ce qui conduit à la condensation des chromosomes et à la rupture de l'enveloppe nucléaire. La RvG est un processus rapide.
Croissance Ovocytaire et Accumulation d'ARN
Parallèlement à la maturation méiotique, l'ovocyte subit une croissance importante, augmentant d'environ 300 fois son volume (80% de la croissance est réalisée à ce stade). Cette croissance est associée à une intense activité nucléolaire et à une augmentation massive du contenu en ARN total de l'ovocyte, multiplié par environ 300. L'ovocyte accumule ainsi les ressources nécessaires au développement embryonnaire précoce.
Inhibition de la Maturation Ovocytaire
In vivo, la maturation ovocytaire est inhibée par le follicule environnant. Cette inhibition est levée par un signal hormonal, qui déclenche la cascade d'événements conduisant à la RvG et à l'ovulation.
La Fécondation
La fécondation est l'union d'un spermatozoïde et d'un ovocyte II. Une zone protège l'ovocyte (zone pellucide), et assure la fixation du spermaozoide à la membrane de l'ovocyte II.
Le Clivage
Clivage d’un embryon d’étoile de mer. L’ADN est marqué en rouge. Remarquez comme les premières divisions sont synchrones puis deviennent de plus en plus asynchrones. Il s’agit de la première étape du développement embryonnaire où le zygote puis l’embryon subit des mitoses successives, ce qui divise le cytoplasme issu de l’ovocyte. Le clivage en spirale est caractérisé par une rotation de 45° du fuseau mitotique par rapport à l’axe animal-végétatif dans la transition du stade quatre à huit cellules. Passage du stade 4 cellules à 8 cellules au cours du clivage d’un Spiralia. Cette rotation persiste dans les divisions ultérieures, avec à chaque fois une alternance de sens, soit dextre soit senestre. Finalement, cela se traduit par des cellules situées au pôle animal de l’embryon affichant un arrangement compact en forme de spirale, d’où le nom de ce type de clivage. Le clivage en spirale est présent chez au moins huit grands groupes d’animaux, incluant les Annélides, les Mollusques et les Plathelminthes. Souvent considéré à tort comme le modèle de clivage typique des Protostomiens, le clivage en spirale est plutôt spécifique et probablement une synapomorphie (caractère dérivé partagé exclusif) des Spiralia. Chez les amphibiens, le zygote subit une série de mitoses très rapides qui vont le rendre pluricellulaire. L’ensemble du volume de l’ovocyte est cellularisé : on parle de clivage total ou holoblastique. Le premier plan de clivage est méridien et correspond à l’axe pôle animal/pôle végétatif. Le zygote est divisé en deux cellules de taille similaire, appelées blastomères. Le second plan de division est également méridien mais perpendiculaire au premier. Les 3 premières divisions cellulaires d’un embryon de grenouille. Le pôle animal est en haut et le pôle végétatif en bas. Notez que les sillons de division sont ralentis dans l’hémisphère végétatif riche en vitellus. Bien que similaires en apparence, ces blastomères ne sont pas identiques. Hans Spemann a montré en 1903 que si on sépare les blastomères, seuls ceux qui ont hérité du croissant gris (une région partiellement pigmentée générée par la rotation corticale à la suite de la fécondation) donne des embryons normaux tandis que les autres donnent des structures sans axes définis. Le troisième plan de division est perpendiculaire aux deux précédents, parallèle à l’ »équateur » mais légèrement décalé dans l’hémisphère animal. Les cellules générées n’ont plus les mêmes tailles avec 4 cellules plus petites (appelées micromères) autour du pôle animal et 4 cellules plus grosses (appelées macromères) du côté du pôle végétatif. Avec de nouvelles divisions, on arrive au stade blastula. Les macromères autour du pôle végétatif sont toujours plus gros (car plus riches en vitellus) que les micromères autour de pôle animal. Blastula d’Amphibien. Les cellules appelées blastomères sont divisées en deux catégories : les micromères autour du pôle animal et les macromères autour du pôle végétatif. Pendant et à l’issue du clivage, on peut marquer spécifiquement des cellules de l’embryon, laisser la suite du développement se dérouler et observer en quoi ces cellules marquées se développeront plus tard. On établit ainsi une carte des territoires présomptifs. Pour ce faire, on réalise des injections de marqueurs cytoplasmiques fluorescents comme la fluorescéine ou la rhodamine couplée au dextran. Le dextran est un polymère glucidique non dégradable dans le cytoplasme et trop gros pour passer d’une cellule à l’autre ou traverser la membrane plasmique. Exemple de marquage pour réaliser une carte des territoires présomptifs. (A) Marquage du blastomère C1 à l’aide d’une micropipette qui injecte un traceur fluroescent au stade 32 cellules de l’embryon de xénope. (B) Coupe transversale d’un embryon en fin de neurulation montrant les tissus dérivés du blastomère C1 marqué. Les descendants de C1 contribuent principalement à la formation de la chorde (ou notochorde) et des somites, structures dérivées du mésoderme axial et paraxial. Si on constate un décalage entre le devenir des cellules cultivées isolément et la carte des territoires présomptifs (où les cellules marquées et suivies restent à leur place habituelle dans l’embryon) cela veut dire que les cellules ne sont pas encore déterminées. Par exemple, tout un côté (dorsal) de la calotte animale donne le système nerveux dans les cartes des territoires présomptifs alors que la calotte animale prélevée à différents stades du clivage et cultivée isolée ne donne que de l’épiderme. Différence entre établissement de la carte des territoires présomptifs et test de détermination. Ici, le territoire n’est pas déterminé. Il le sera lorsque le test de détermination donnera le même résultat que la carte des territoires présomptifs. Expérience de Nieuwkoop. Une calotte animale isolée donne de l’épiderme cilié. Mais mis en contact avec les macromères de l’hémisphère végétatif (qui, isolément donnent de l’épiderme), elle donne du mésoderme. Le mésoderme est dorsal si on a pris des macromères provenant de la partie dorsale de l’hémisphère végétatif (du même côté que le croissant gris). Des expériences de recombinaisons telles que celles effectuées par Nieuwkoop ont montré que le mésoderme est induit à partir de l’ectoderme à partir de signaux provenant de l’endoderme. On parle d’induction du mésoderme. Ces signaux sont déjà polarisés puisque de l’endoderme dorsal induit du mésoderme dorsal, et de l’endoderme ventral induit du mésoderme ventral. On connait maintenant la signalisation impliquée. Il s’agit de la signalisation Nodal de la famille des ligands TGFβ (ligands Xnr chez le xénope). L’expression de ces ligands Xnr est activée par VegT, un facteur de transcription dont les ARNm ont été stockés au pôle végétatif lors de l’ovogenèse mais qui n’ont pas été déplacés lors de la rotation corticale. VegT active l’expression de Sox17 qui détermine les cellules de l’hémisphère végétatif en endoderme et il active aussi l’expression des Xnr qui diffusent et induisent le mésoderme dans les cellules sus-jacentes. Chez les amphibiens, les premières divisions sont très rapides (toutes les 30-35 minutes à 25°C), ce qui est exceptionnel pour une cellule eucaryote : c’est une vitesse qui n’a rien à envier à la prolifération des bactéries ! Le cycle cellulaire est fortement modifié avec une succession de phase S et de phase M, sans phases G1, ni G2. Lors de la fécondation chez le xénope, le taux de synthèse des protéines augmente fortement et pendant le clivage, un grand nombre de nouvelles protéines sont synthétisées, comme l’ont montré des études de protéomique. Toutes ces protéines sont synthétisées par traduction d’ARNm maternels préformés. Il y a très peu de nouveaux ARN (ARNm, ARNr et ARNt) synthétisés jusqu’au 12ème cycle cellulaire, où l’embryon est composé de 4096 cellules (=212 cellules). A cette étape qui s’appelle la transition mi-blastuléenne (MBT), le cycle cellulaire ralentit permettant à une phase G1 et G2 de se mettre en place. La transcription est activée. Les gènes paternels sont donc transcrits pour la première fois à cette période et avant, c’était le génotype maternel qui contrôle le développement. Activation de la transcription à la MBT. Une analyse transcriptomique a été réalisée chez le xénope à différents stades et on a extrait des données uniquement les cibles directes de la voie beta-caténine (tous les éléments de cette voie sont d’origine maternelle avant la MBT). On observe une forte augmentation de la quantité de transcrits à partir du stade 7 correspondant à la MBT. Qu’est-ce qui déclenche la MBT ? Il semble que ce ne soit pas l’accumulation des divisions cellulaires. Les interactions cellule-cellule ne sont pas non plus impliquées, car des blastomères dissociés subissent la transition en même temps que les embryons intacts. Le facteur clé déclenchant la MBT semble être le ratio ADN/cytoplasme, à savoir la quantité d’ADN présente par unité de masse de cytoplasme. En effet, l’augmentation artificielle de la quantité d’ADN en laissant plus d’un spermatozoïde entrer dans l’ovocyte ou en injectant de l’ADN supplémentaire dans le zygote aboutit à une MBT précoce. Cela suggère qu’il existe une quantité fixe d’un répresseur de transcription présent initialement dans le cytoplasme de l’ovocyte. Comme ce volume est clivé, la quantité de cytoplasme n’augmente pas, mais la quantité d’ADN si (car elle est doublée à chaque réplication). Chez les oiseaux tels que la poule, le clivage ne concerne qu’une toute petite région du volume de l’ovocyte, le reste restant occupé par le vitellus et restant acellulaire. La première mitose a lieu environ 4 heures après la fécondation et les 16 premières cellules ne sont pas complètement entourées par une membrane plasmique et restent « ouvertes » sur le vitellus. Ensuite, les nouvelles cellules produites sont complètement « fermées ». Premiers clivages chez l’embryon de pigeon. Une très grande partie du volume de l’ovocyte reste non cellularisée. Les axes de l’embryon de poule sont mis en place à ce stade. L’axe dorso-ventral est défini par la proximité avec le vitellus (le côté ventral est le plus proche du vitellus). L’embryon passe alors 20h dans la partie de l’appareil génital appelé utérus et où se dépose la coquille calcaire. La paroi musculeuse de l’utérus provoque une lente rotation de l’œuf (10 à 12 tours par heure) assurant ainsi la distribution homogène des cristaux. Lorsque l’œuf est pondu, l’embryon a terminé son clivage et possède 20.000 à 30.000 cellules. Un sous-ensemble de ces cellules forme un disque quasi-épithélial épais d’une seule couche, l’épiblaste. À la périphérie de l’embryon, l’épiblaste repose sur une couche rigide de plusieurs épaisseurs de grandes cellules mésenchymateuses, qui entrent directement en contact avec le vitellus sous-jacent. Cette portion externe de l’embryon en forme de couronne est connue sous le nom d’Area Opaca (AO). Elle paraît sombre à cause de très nombreuses gouttelettes lipidiques dans les cellules collées contre le vitellus. Dans la partie centrale de l’embryon qui paraît nettement plus claire, l’Area Pellucida (AP), des amas de quelques petites cellules arrondies s’attachent à la face ventrale (inférieure) de l’épiblaste, formant l’hypoblaste primaire. Au cours du développement initial, l’hypoblaste primaire s’aplatit pour former une couche épithéliale de grandes cellules minces, l’hypoblaste. Les cellules épiblastiques AP donnent naissance à l’embryon proprement dit, tandis que l’hypoblaste et l’AO forment des structures extra-embryonnaires. Durant cette phase, les capacités de régulation de l’embryon de poulet sont remarquables. Le clivage a lieu dans les voies génitales femelles, avant l’implantation. Clivage chez la souris et détermination des premiers lignages. A E3,5, l’ensemble épiblaste/endoderme primitif s’appelle la masse cellulaire interne. Le développement embryonnaire humain avant l’implantation. L’ovulation, la fécondation, le développement pré-implantatoire et l’implantation se produisent à des endroits spécifiques de l’appareil reproducteur féminin en l’espace d’environ une semaine. L’activation du génome zygotique a lieu dans un embryon avec peu de cellules contrairement à la drosophile et au xénope. Cette activation comprend deux vagues : une mineure et une majeure. Chez la souris, la vague mineure a lieu à la fin du stade zygote, tandis que la vague majeure se produit au stade 2 cellules. Chez l’homme, la vague mineure a lieu au stade 4 cellules tandis que la majeure se produit au stade 8 cellules. La vague mineure tant chez la souris que chez l’homme est sous le contrôle du facteur de transcription DUX4. Chez la souris, l’ARN polymérase II qui synthétise les ARNm est positionnée sur de nombreux sites de la chromatine dès le stade zygote mais change de positionnement au stade 2 cellules juste avant la vague majeure. Ce changement de répartition essentiel à l’activation du génome zygotique est sous le contrôle des protéines OBOX. Initialement, les blastomères au stade 8 cellules sont lâchement attachés les uns aux autres mais lors de la compaction, l’adhérence cellule-cellule devient nettement plus forte (elle a lieu au stade 8 cellules chez la souris et de manière asynchrone entre les stades 8 et 16 cellules chez l’Homme.). Embryon de souris à 8 jours non compacté (à gauche) puis compacté (à droite). Notez que l’embryon est entouré par la membrane de fécondation (la zone pellucide modifiée à la suite de la fécondation). Compaction chez l’embryon humain. Image en microscopie électronique à balayage d’un embryon humain au stade intermédiaire de 10 cellules où on observe que certaines cellules sont déjà compactées mais pas d’autres. La compaction nécessite la présence d’ions Ca2+ extracellulaires ce qui suggère que des cadhérines, des molécules transmembranaires jouant un rôle dans l’adhérence cellulaire et dont l’activité dépend des ions Ca2+, sont impliqués. Des études plus poussées ont montré que la compaction est causée par l’exocytose de vésicules intracellulaires contenant de la E-cadhérine. Des embryons où les deux allèles du gène codant la E-cadhérine ont été délétés réalisent quand même la compaction ce qui montre que la E-cadhérine impliquée à cette étape est d’origine maternelle. La compaction de l’embryon humain est également contrôlée par la contractilité cellulaire dépendante des interactions actine-myosine générant une augmentation de la tension superficielle à l’interface cellule-milieu. Cette tension est augmentée 4 fois dans les embryons humains lors de la compaction (et que 2 fois chez la souris). le trophectoderme (TE) qui génère le placenta. La spécification de ces lignages est initiée lorsqu’un groupe de cellules est dirigé vers l’intérieur de l’embryon au cours de deux séries de divisions asymétriques aux transitions de 8 à 16 cellules et de 16 à 32 cellules. Les cellules à l’extérieur de l’embryon sont destinées à se différencier en TE extra-embryonnaire, tandis que les cellules à l’intérieur forment la MCI pluripotente. Plus tard, vers E3,5 chez la souris (et vers E5 chez l’Homme), les cellules de la MCI deviendront soit l’épiblaste pluripotent qui donnera naissance au fœtus, soit l’endoderme primitif qui contribuera principalement aux tissus extra-embryonnaires (à ne pas confondre avec l’endoderme de l’embryon qui se formera plus tard). Lignage général de l’embryon de souris et de ses annexes. Les cellules qui ne participent qu’à des annexes extraembryonnaires so…
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