Découvrez le Secret du Développement de l'Oocyte de Réserve chez le Moustique et ses Facteurs d'Infectiosité

Introduction

La transmission entomologique du Plasmodium, agent responsable du paludisme, est un processus complexe qui implique le moustique anophèle comme vecteur. Comprendre le développement de l'oocyte de réserve chez le moustique, ainsi que les facteurs qui influencent l'infectiosité du parasite, est crucial pour élaborer des stratégies de lutte antipaludique efficaces. Cet article explore les différents aspects de ce processus, en mettant l'accent sur les facteurs liés à l'hôte humain et au vecteur.

Transmission Entomologique du Plasmodium

Dans le cycle biologique des plasmodies, la transmission entomologique peut désigner le passage du Plasmodium :

De l’hôte vertébré à l’hôte vecteur
De l’hôte vecteur à l’hôte vertébré, selon un schéma en boucle.

En pratique, la transmission entomologique désigne surtout l’inoculation aux sujets humains des sporozoïtes présents dans les glandes salivaires de l’anophèle.

Conditions Nécessaires à l'Inoculation de Sporozoïtes

Plusieurs conditions doivent être réunies pour qu'il y ait inoculation de sporozoïtes de Plasmodium de l’anophèle aux sujets humains :

La présence dans la population humaine de porteurs de gamétocytes infectants pour l’anophèle.
La présence, dans la zone considérée d’anophèles génétiquement réceptifs au développement complet du Plasmodium (développement sporogonique ou sporogonie) considéré. Sur les 484 espèces d’anophèles, seulement une soixantaine transmettent et une trentaine peuvent être considérées comme vecteurs majeurs, d’autres ont un rôle localisé ou relativement « secondaire » (Hamon & Mouchet, 1961) et la grande majorité ne sont pas vectrices.
La longévité des femelles d’anophèles considérées, qui doit être supérieure à la durée de la sporogonie c’est-à-dire dépassant l’âge épidémiologiquement dangereux.
La fréquence élevée des contacts hôte - vecteur qui est liée à une forte anthropophilie des anophèles et un cycle gonotrophique court, de sorte qu’il y a de nombreux contacts vecteurs - hommes et une grande probabilité des passages homme - vecteur du Plasmodium.
Les paramètres entomologiques (densité, parturité, anthropophilie) de la population anophélienne considérée sont supérieurs aux seuils critiques définis par Macdonald (1957).
Les conditions de température doivent permettre le déroulement de la sporogonie (en deçà de 16 °C aucun développement sporogonique ne se réalise).

Infectiosité des Sujets Humains pour les Vecteurs

L’identification des facteurs permettant à des sujets humains d’être infectants pour les anophèles fait l’objet de recherches, fondamentales et appliquées (Boudin & Robert, 2003 ; Talman et al., 2006). Cela permet d’évaluer les situations épidémiologiques et leurs évolutions, notamment au cours d’opérations de lutte antiplasmodiale permettant éventuellement de réduire le « réservoir » de parasites par l’emploi de médicaments ayant des effets gamétocytocides comme les dérivés de l’artémisinine.

Pour s’infecter, un anophèle doit ingérer, au moment de son repas de sang, un certain nombre de gamétocytes matures mâles et femelles. Les facteurs qui conditionnent l’infectivité des gamétocytes pour le vecteur ont été groupés sous le vocable de quality par Boyd (1949) et font l’objet de travaux pour la mise au point d’un vaccin « altruiste » qui bloquerait l’évolution du parasite chez l’anophèle. Une synthèse de ces travaux sur la transmission du parasite de l’hôte au vecteur, et ses conséquences épidémiologiques, est disponible (Boudin & Robert, 2003).

Ces facteurs appartiennent à deux groupes :

Les facteurs qui dépendent du parasite lui-même ;
Les facteurs qui dépendent de l’hôte vertébré.

Facteurs d’Infectivité Liés aux Gamétocytes

Au niveau des gamétocytes, trois paramètres sont importants : la densité gamétocytique, le sex-ratio des gamétocytes et l’âge des gamétocytes.

Densité Gamétocytique

Green (1929), Tchuinkam et al. (1993), Bonnet et al. (2000) et Sinden et al. (2007) font partie des nombreux auteurs qui se sont intéressés à l’infectivité des gamétocytes, à partir d’infections naturelles ou expérimentales, notamment d’An. gambiae s.l. avec différentes souches de P. falciparum.

Pour Green les densités minimales et maximales pour infecter les vecteurs seraient fonction de l’espèce plasmodiale :

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Plasmodium	Densité minimale/µl	Densité maximale/µl
P. falciparum	4	22 310
P. vivax	1	0900
P. malariae	2	7300

Cette notion de densité gamétocytique maximale a été récemment précisée comme un seuil supérieur au-delà duquel le succès de l’infection des anophèles n’augmente plus (Paul et al., 2007).

Pour Coz et Picq (1972) le pourcentage d’An. gambiae infectés serait fonction de la densité de gamétocytes de P. falciparum avec les résultats suivants :

20 gamétocytes/µl = > 5 % d’An. gambiae infectés ;
50 gamétocytes/µl = > 61 % d’infections ;
175 gamétocytes/µl = > 79 % d’infections ;
500 gamétocytes/µl = > tous les spécimens infectés.

L’examen du graphique synthétisant 6 études d’infectivité naturelle à partir de volontaires naturellement infectés par P. falciparum vis-à-vis d’An. gambiae en Afrique de l’Ouest (Carter & Graves, 1988) fait ressortir 2 éléments :

Une grande variabilité des pourcentages d’anophèles infectés en fonction des densités gamétocytiques, allant de 0 % (même avec des gamétocytémies >1 000 gamétocytes/µl) à 100 % (même avec des gamétocytémies < 100 gamétocytes/µl) ;
Une tendance générale à une augmentation de l’infectivité du porteur de gamétocytes avec la densité gamétocytique jusqu’à, semble-t-il, un seuil maximal de 10 000 gamétocytes/µl.

Par ailleurs, des anophèles peuvent s’infecter en piquant un sujet dont la gamétocytémie n’est pas décelable par les techniques parasitologiques habituelles.

Ces études montrent aussi que la relation entre la gamétocytémie de l’hôte et le nombre moyen d’oocystes par anophèle se caractérise surtout par :

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Un faible nombre d’oocystes lorsque les gamétocytémies sont < 100 gamétocytes/µl ;
Une tendance générale à l’augmentation du nombre d’oocystes avec la charge gamétocytique dans l’intervalle 100 à 10 000 gamétocytes/µl ;
Une grande variabilité du nombre d’oocystes lorsque les densités gamétocytiques sont élevées.

Sex-Ratio des Gamétocytes

L’influence du sex-ratio des gamétocytes sur le développement sporogonique est encore discutée ; pour certains, il n’aurait pas d’influence (Boudin et al., 1989 ; Read et al., 1992 ; Noden et al., 1994), par contre Boyd (1935) considérait que la variation de la densité en microgamétocytes affecterait l’infectivité des porteurs de gamétocytes.

Une série d’infections expérimentales d’An. gambiae réalisée au Cameroun avec des porteurs de gamétocytes de P. falciparum (Robert et al., 1996a, 1996b) a mis en évidence une légère, mais significative, influence du sex-ratio des gamétocytes sur l’infectivité du vecteur avec 5 informations majeures :

La densité moyenne de gamétocytes dans l’échantillon étudié est de 247 gamétocytes/µl (56-1 416/µl ; médiane 160/µl) ;
Le sex-ratio moyen dans le sang circulant est de 3,6 gamétocytes mâles pour 1 gamétocyte femelle mais le phénomène d’exflagellation du microgamétocyte dans l’estomac de l’anophèle rétablirait un sex-ratio équilibré puisque sur les 8 gamètes pouvant être produits, seuls 4 à 6 seraient viables (Read et al., 1992) ;
La probabilité qu’un porteur de gamétocytes infecte au moins un anophèle n’est pas statistiquement reliée au sex-ratio des gamétocytes ;
Le sex-ratio mâle/femelle des gamétocytes chez l’hôte (avec des valeurs de 1/3 ; 1/5 et 1/8) n’est pas statistiquement relié à la proportion d’anophèles infectés pour des densités gamétocytiques < 15 gam/µl. Il est toutefois logique de supposer qu’aux très faibles gamétocytémies un sex-ratio élevé pourrait être favorable à la réussite de la fécondation ; en effet, a minima, le volume d’un repas de sang contenant au moins un gamétocyte femelle doit aussi contenir au moins un gamétocyte mâle ;
Le sex-ratio aurait une influence sur la proportion d’anophèles infectés pour des gamétocytémies > 15/µl. De façon générale, cette proportion augmente avec la proportion de gamétocytes mâles ; il en est de même pour la prévalence et la densité d’oocystes, sans que des valeurs optimales de sex-ratio aient pu être mises en évidence.

Deux facteurs semblent influencer le sex-ratio :

L’anémie de l’hôte est associée à une augmentation de la proportion de gamétocytes mâles. L’érythropoïétine, une hormone humaine qui stimule la production d’érythrocytes, sert probablement de signal au parasite pour augmenter sa production de gamétocytes mâles (Paul et al., 2000, 2002) ;
La densité de gamétocytes : une forte proportion de gamétocytes femelles est observée au moment d’un pic de gamétocytémie et pendant la phase de décroissance de la gamétocytémie, au cours des deux semaines qui suivent le pic (Robert et al., 2003b).

Âge des Gamétocytes

Les gamétocytes présentent une infectivité maximale quand ils ont un âge moyen, ni trop jeune ni trop vieux. Les gamétocytes qui viennent d’apparaître dans la circulation sanguine ne sont pas (ou peu) infectants et ils doivent subir un vieillissement (= une maturation) de quelque 24 heures pour le devenir. Par contre, ceux présents dans la circulation périphérique depuis plus d’une semaine présenteraient une infectivité réduite. In vitro, seules les cultures synchrones de gamétocytes morphologiquement matures depuis 4-9 jours ont la capacité d’infecter des moustiques avec un maximum d’infectivité limité à deux jours consécutifs (Lensen et al., 1999).

Cette notion de fonctionnalité des gamétocytes dans le sang périphérique revêt une grande importance épidémiologique, notamment en zone de transmission saisonnière courte, ou épisodique, pour autoriser la reprise de la transmission avec les pluies, après une longue période de plusieurs mois (voire années) sans transmission apparente. Dans des régions comme le Sahel, la saison des pluies est courte et c’est la seule favorable à la transmission, car les populations agressives de vecteurs semblent disparaître dès le début de la saison sèche. Les principales hypothèses qui prévalent actuellement concernent soit la production continue de gamétocytes pendant toute la longue saison sèche, soit un sursaut de cette production dès les premières piqûres de moustiques (ou d’anophèles appartenant à des espèces vectrices) via un signal inducteur qui serait constitué par la salive de ces derniers, ou d’autres facteurs encore à identifier. Mais une possibilité n’empêche pas l’autre, il pourrait y avoir production de gamétocytes « à bas bruit » et stimulation avec les nouvelles populations de vecteurs ; le sujet reste à élucider.

Par ailleurs, il semblerait exister une facilitation des infections pluri-spécifiques dans le vecteur car les anophèles avec des infections plasmodiales mixtes sont plus nombreux que ce que le calcul prédit sur la base des prévalences plasmodiales spécifiques dans la population humaine (McKenzie & Bossert, 1997 ; McKenzie et al., 2002).

Facteurs d’Infectivité Liés aux Sujets Humains

Trois principaux facteurs semblent intervenir dans le passage de l’homme à l’anophèle : des facteurs immunologiques, les médicaments antipaludiques et le trait drépanocytaire.

Facteurs Immunologiques

Des facteurs immunologiques naturels bloquent, ou réduisent, le développement du Plasmodium dans l’estomac du vecteur. Ils ont été mis en évidence, notamment, à partir d’infections expérimentales d’An. gambiae avec des gamétocytes de P. falciparum prélevés chez des sujets vivant en zone d’endémie (= « immuns ») et mélangés soit à un plasma « substitué » de sujet sans expérience palustre (= immunologiquement « naïf »), soit à celui du sujet immun lui-même. De façon très constante, l’infection avec du plasma substitué aboutit à un plus fort pourcentage d’anophèles infectés (Mulder et al., 1994). Il apparaît alors que les populations humaines vivant en zone d’endémie développent, naturellement, certains facteurs immunologiques qui limitent, ou empêchent, l’évolution du Plasmodium dans les anophèles. La présence de ces facteurs, essentiellement des anticorps, est liée à l’âge des porteurs et corrobore la notion ancienne d’une influence de l’acquisition de la prémunition sur la réduction de l’infectivité des sujets humains vis-à-vis des anophèles.

Médicaments Antipaludiques

Ce sujet a fait l’objet de nombreuses études (Fowler et al., 1994 ; Butcher, 1997 ; Chen et al., 1998 ; Targett et al., 2001 ; Coleman et al., 2001). Des résultats contrastés ont été observés selon les médicaments utilisés. La chloroquine perturbe le métabolisme des jeunes gamétocytes en cours de gamétocytogenèse et pourrait, ainsi, s’opposer à l’apparition dans le sang périphérique de gamétocytes matures sensibles, mais elle paraît aussi avoir un effet stimulant l’infectivité des gamétocytes eux-mêmes. La sulfadoxine-pyriméthamine a un double effet : gamétocytogène (qui se manifeste chez le sujet humain) et sporonticide (qui se manifeste chez l’anophèle). Les dérivés de l’artémisine (comme l’arthéméther) ont aussi un effet gamétocytocide qui réduit, sans la bloquer complètement, l’infectivité post-thérapeutique. Au Sénégal, lors d’études in vivo de la chimiosensibilité de P. falciparum (Robert et al., 2000 ; Sokhna et al., 2001), la gamétocytémie post-thérapeutique à la chloroquine et à la sulfadoxine-pyriméthamine a été plus élevée chez les patients avec des infections chimiorésistantes que chez ceux ayant des infections chimiosensibles. L’augmentation de la gamétocytémie a été d’autant plus forte que le niveau de résistance a été plus élevé. Au 7e jour après un traitement à la chloroquine les sujets ayant des souches résistantes paraissent 4 fois plus infectants pour les vecteurs que les sujets à souches sensibles et il n’a pas été observé de différences d’infectivité, que les souches plasmodiales soient de type RI ou RII ou RIII (qui correspondent à des niveaux croissants de résistance). Ces résultats ont été confirmés en Gambie (Hallett et al., 2006).

Trait Drépanocytaire

Le trait drépanocytaire du sujet porteur de gamétocytes facilite le développement sporogonique. Les gamétocytes qui se développent dans des hématies contenant une hémoglobine de type S (génotypes AS ou SS) sont morphologiquement normaux en conditions d’oxygénation habituelle. Les gamétocytes des sujets AS sont capables d’infecter des anophèles et ils ont un potentiel infectant accru, de l’ordre de quatre fois supérieur chez un sujet drépanocytaire par rapport à un sujet AA. Cette augmentation du pouvoir infectant des gamétocytes chez les drépanocytaires (peut-être liée à la falciformation spontanée des érythrocytes AS dans l’estomac des anophèles) pourrait avoir une implication épidémiologique dans les zones à forte prévalence du trait (par exemple 20 % au Congo), par l’augmentation du niveau global de transmission (Robert et al., 1996c).

À l’opposé, d’autres facteurs se sont montrés neutres dans leur influence sur l’infectivité des gamétocytes vis-à-vis des anophèles ; en particulier, le sexe des porteurs de gamétocytes, leur groupe sanguin, leur facteur rhésus, leur température, ainsi que la présence et la densité de parasites sanguins asexués.

De nombreux facteurs restent certainement à découvrir car, jusqu’à présent, seule la moitié de la variabilité des résultats est expliquée. La recherche des principaux facteurs d’infectivité des vecteurs, liés aux sujets humains reste donc largement ouverte.

Compatibilité Anophèles-Plasmodium et Compétence Vectorielle

Le moustique anophèle est à la fois hôte et vecteur biologique, ce qui soulève de très intéressantes questions aux plans fondamentaux et appliqués.

Biologie Larvaire des Anophèles

Au niveau de la biologie larvaire trois éléments fondamentaux sont à retenir : la durée de vie larvaire, la respiration aérienne et la variété des gîtes larvaires.

La durée de vie larvaire est variable selon les espèces et les conditions de température. En zones tropicales, la phase aquatique des anophèles dure de 1 à 3 semaines. En zones tempérées, le stade larvaire peut durer plusieurs semaines, ou mois, car certaines espèces peuvent hiberner à l’état larvaire comme An. claviger (Kasap, 1986 ; Simsek, 2006). À l’opposé, il a été trouvé, en Égypte, des larves d’An. pharoensis dans des casiers rizicoles où la température était de 40 °C. Les températures estivales sur An. merus produisent des larves de petite taille à l’origine d’adultes dont les ailes sont relativement courtes (Le Sueur & Sharp, 1991).
Les larves (et les nymphes) vivent dans l’eau mais ont une respiration aérienne, une particularité biologique utilisée dans la stratégie de lutte antilarvaire qui vise à empêcher les larves et les nymphes d’atteindre la surface et de respirer, ce qui entraîne alors leur asphyxie.
Les gîtes larvaires sont très variés ; des anophèles peuvent se développer dans :
- Les eaux douces (An. gambiae) ou saumâtres (An. melas et An. merus en Afrique sud-saharienne, respectivement sur la façade occidentale et orientale, An. aquasalis en Amérique du Sud ; An. sundaicus s.l. en Asie du Sud-Est dans la péninsule indochinoise), voire sursalées (An. azaniae en Somalie) ;
- Des sites ensoleillés (An. gambiae, An. arabiensis en Afrique tropicale, An. pseudo-punctipennis et An. albimanus en Amérique ; An. sundaicus s.l. en Asie du Sud-Est) ou dans les forêts ombragées (An. dirus s.l. dans le Sud-Est asiatique, An. vestitipennis en Amérique centrale) ;
- Les eaux stagnantes (An. gambiae, An. funestus, An. dirus s.l., An. vestitipennis) ou dans les eaux courantes, petites rivières (An. labranchiae, An. minimus s.l.) ou grandes rivières (An. moucheti, An. nili, An. darlingi) ;
- Les flaques d’eaux temporaires ensoleillées (gîte typique d’An. gambiae) ou flaques résiduelles dans le lit des rivières (gîte typique d’An. pseudopunctipennis) ou relativement permanentes comme les rizières (An. gambiae, An. arabiensis, An. coustani, An. pharoensis) ou marécages (An. albimanus) ;
- Des gîtes sans végétation dressée (An. gambiae) ou avec végétation dressée (An. funestus, An. pharoensis, An. albimanus, An. sundaicus s.l.) ou avec présence d’algues filamenteuses vertes (An. pseudopunctipennis) ou cyanophycées (An. albimanus) ;
- Des gîtes naturels comme les marais et les marécages, les trous d’arbres (An. plumbeus), les trous de rochers, les vasques des feuilles engainantes des broméliacées (anophèles du sous-genre Kerteszia), ou des gîtes anthropiques comme les citernes (An. gambiae en Grande Comore, An. arabiensis en Somalie, An. stephensi en Inde ou An. Minimus à Hanoï, An. dirus s.l. au Myanmar), les puits et céanes (An. arabiensis à Djibouti et à Dakar), les traces de pneus sur le sol, les empreintes de pas humains ou de sabots, les trous d’emprunt de terre pour la fabrication des briques, etc.

Méthodes de Collecte de Moustiques

Les enquêtes entomologiques constituent le principal moyen de connaissance des anophèles. Elles sont aussi un composant essentiel des programmes de lutte antianophélienne. Ces enquêtes relèvent de deux approches différentes, ponctuelle ou répétée.

Les enquêtes ponctuelles sont des enquêtes ordinairement uniques et de courte durée. Elles fournissent une information sur l’identité des espèces vectorielles potentielles, leurs préférences trophiques et de repos, leurs densités saisonnières, leur longévité, leur infectivité, les types de collections d’eau utilisés comme gîtes larvaires, leur sensibilité aux insecticides pour faciliter la sélection du produit selon des critères de coût-efficacité.
Les observations périodiques ou de tendances sont des observations répétées, par exemple tous les mois pendant une année, dans le but d’évaluer les variations saisonnières ou l’impact de mesures de contrôle. Elles fournissent une information sur les changements temporels des densités de vecteurs, leurs taux d’infection, leurs comportements et leurs sensibilités aux insecticides. Répétées dans les mêmes conditions et avec les mêmes techniques, ces observations périodiques permettent une estimation relative (par exemple, l’évolution des densités apparentes d’anophèles par chambre à coucher) plus qu’une estimation absolue (par exemple, le nombre d’anophèles d’une population).

Les principales méthodes d’échantillonnage sont les suivantes :

Récoltes des larves et nymphes dans les gîtes aquatiques.
Captures intra-domicilaires au pyrèthre de moustiques endophiles au repos.
Captures à l’extérieur de moustiques exophiles au repos.
Captures directes de moustiques agressifs.
Captures avec des pièges appâtés.
Captures avec des pièges de sorties.

Certaines espèces ont des contraintes écologiques strictes. Les larves d’An. bwambae (du complexe An. gambiae) sont inféodées aux eaux natronnées de la forêt de Semliki en Ouganda (White, 1985). Au contraire, d’autres ont une grande amplitude écologique : les larves d’An. melas et An. merus (également du complexe An. gambiae), d’An. sundaicus s.l. et d’An. pseudopunctipennis peuvent vivre aussi bien en eau douce qu’en eau saumâtre. Les larves d’An. pseudopunctipennis se développent dans des gîtes salés alimentés par l’océan jusqu’à des gîtes d’eau douce à une altitude de 3 200 m dans la cordillère des Andes (Manguin et al., 1996b). An. gambiae s.s. est observé des forêts dégradées du Congo aux zones de savanes présahéliennes (Coetzee et al., 2000) ainsi qu’en zone urbaine comme en zone rurale (Coluzzi, 1994), dans des gîtes naturels (flaques) ou anthropiques (céanes).

De façon générale, les larves d’anophèles se développent dans des eaux relativement propres contrairement aux larves de Culex quinquefasciatus qui peuvent se développer dans des eaux souillées de matières organiques et se retrouvent alors abondamment dans les zones urbaines où l’hygiène n’est pas assurée. Cependant, des larves d’An. gambiae ont pu être récoltées dans des drains pollués en zones urbaines (Abidjan, Dakar, Brazzaville, Yaoundé, etc.), mais cela reste peu fréquent.

La connaissance des gîtes larvaires permet :

D’associer certaines espèces d’anophèles à certaines formations végétales, par exemple An. moucheti, entre autres, se développe parmi les plantes flottantes du genre Pistia, ce qui permet de dresser des cartes écologiques identifiant les gîtes, actuels ou potentiels, afin de prendre des mesures préventives ;
De comprendre l’influence des conditions environnementales sur la transmission (intensité et dynamique) du paludisme. Par exemple :
- Au Sud-Cameroun : dans des villages installés près de la rivière Sanaga, en zone forestière, une transmission permanente est assurée par An. nili dont les larves se développent près des berges au milieu de la végétation dressée. Mais lors de l’étiage du fleuve les petites flaques d’eau des creux de rochers et des bancs de sables sont rapidement colonisées par les larves d’An. gambiae (Mouchet, 1962). Ces gîtes naturels de …

Lutte Autocide : Élever des Moustiques pour S'en Débarrasser

Une approche innovante dans la lutte contre les moustiques tigres consiste à élever des mâles stériles et à les relâcher dans la nature. Cette technique, dite de l'insecte stérile (TIS), a été démontrée grandeur nature l’an passé sur l’île de la Réunion par des chercheurs de l’Institut de recherche pour le développement. Ils ont montré qu’elle permettait de réduire à 60% la fertilité des moustiques tigres dans un quartier donné. Il y a aussi des expériences en Asie. La ferme Terratis devrait être la première mise en œuvre à grande échelle de cette technique de stérilisation des insectes en Europe.

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L'Oocyte de Réserve chez le Moustique : Développement et Facteurs d'Infectiosité