Introduction
Le xénope, en particulier Xenopus laevis et Xenopus tropicalis, est un amphibien largement utilisé comme organisme modèle pour l'étude du développement embryonnaire. La transparence de ses œufs permet une observation directe des phénomènes, faisant de cet amphibien un outil précieux pour la recherche scientifique. Cet article explore les raisons de cette popularité, les avantages spécifiques offerts par le xénope, et les différentes applications de cet organisme dans la recherche sur le développement.
Pourquoi le Xénope ? Avantages et spécificités
Plusieurs caractéristiques font du xénope un modèle de choix pour l'étude du développement embryonnaire :
- Facilité d'observation : La gangue transparente qui entoure les œufs de xénope permet une observation directe des phénomènes cellulaires et moléculaires qui se déroulent au cours du développement embryonnaire. Ainsi le développement de l’embryon précoce est facilement suivi.
- Développement rapide et modulable : Le développement embryonnaire du xénope est relativement rapide, et sa progression peut être modulée par la température selon les besoins de l'expérimentateur. Il est important de noter qu'il faut éviter des changements trop violents, notamment lors de la gastrulation, car cela peut amener à des malformations.
- Manipulation aisée des gènes : L’expression des gènes dans les embryons de xénope peut être facilement manipulée à l’aide de microinjections d’ARNm et d’oligonucléotides morpholino antisens (MO) pour un gain ou une perte de fonction, respectivement.
- Grandeur des embryons : Xenopus laevis produit de gros embryons qui sont excellents pour la microchirurgie embryonnaire, l’analyse de la surexpression des gènes, les études biochimiques.
- Génome : Le génome des xénopes a une conservation importante avec l’Homme. Celui de Xenopus tropicalis contient des orthologues pour environ 79 % des gènes identifiés dans les maladies humaines.
- Clivage holoblastique : Fait important, parce que les premiers stades de clivage sont holoblastiques (par opposition aux clivages méroblastiques chez les embryons de poule ou de poisson zèbre), le vitellus (réserves énergétiques) est distribué à toutes les cellules, de sorte que les explants ne nécessitent aucune nutrition supplémentaire car ils peuvent survivre en utilisant les nutriments stockés dans les cellules.
Xenopus laevis vs Xenopus tropicalis : Deux espèces complémentaires
Deux espèces de Xenopus sont couramment utilisées dans la recherche :
- Xenopus laevis : Cette espèce se distingue par ses gros embryons, idéaux pour la microchirurgie, l'analyse de la surexpression des gènes et les études biochimiques. Cependant, Xenopus laevis est allotétraploïde, ce qui peut compliquer certaines analyses génétiques.
- Xenopus tropicalis : Cette espèce est diploïde, ce qui facilite les études de perte de fonction. Bien que ses ovocytes et embryons soient plus petits que ceux de Xenopus laevis, Xenopus tropicalis reste un modèle précieux pour la recherche.
Applications dans la recherche sur le développement
Le xénope est utilisé dans une grande variété d'études sur le développement embryonnaire, notamment :
Étude des mouvements de la gastrulation
Le xénope est un modèle où on peut très facilement voir les mouvements de la gastrulation. Il est possible de marquer des territoires chez l’embryon de xénope pour établir une carte des territoires présomptifs ou suivre les mouvements de la gastrulation.
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Analyse des gènes et de leur expression
L'expression des gènes dans les embryons de xénope peut être facilement manipulée par micro-injection d'ARNm ou d'oligonucléotides morpholino antisens (MO). Cette technique permet d'étudier les effets d'un gain ou d'une perte de fonction d'un gène spécifique sur le développement embryonnaire.
- Morpholinos (MO) antisens : Un morpholino (MO) antisens inhibant l’expression de Pax3 est injecté dans un blastomère d’un embryon de xénope au stade 2 cellules. On injecte également l’ARNm qui code la β-galactosidase. On laisse se développer l’embryon jusqu’au stade désiré (ici neurula), on le fixe, on révèle l’activité de la β-galactosidase avec du RedGal (points rouges) pour savoir de quel côté de l’embryon se trouvent les cellules issues du blastomère injecté puis on le traite en hybridation in situ avec une sonde reconnaissant l’ARNm du gène Ak3 (marquage bleu). On constate que l’expression du gène Ak3 est diminuée du côté injecté par le MO anti-Pax3, montrant que (directement ou indirectement) Pax3 est nécessaire à la bonne expression de ce gène.
- Inhibition de Bmp2, Bmp4 et Bmp7 : L’inhibition de l’expression de Bmp2, Bmp4 et Bmp7 par des morpholinos antisens inhibe la phosphorylation de Smad1 et provoque une dorsalisation et des troncatures postérieures des embryons de xénope.
Génération d'animaux transgéniques
Un autre avantage majeur de l’utilisation de Xenopus pour étudier le développement est la capacité de générer des animaux transgéniques. Lorsqu’il correspond à un rapporteur fluorescent comme la GFP sous le contrôle d’un promoteur spécifique, l’expression d’un transgène peut être surveillée au fil du temps dans un embryon vivant en développement. Des lignées rapportrices, par exemple de l’activité d’une voie de signalisation, peuvent être étudiées.
Utilisation de CRISPR/Cas9
La technique CRISPR/Cas9 peut être utilisée pour créer des mutations gain ou perte-de-fonction ou générer des lignées rapportrices. Dans le cas du ciblage de tyr, la perte biallélique de fonction du gène entraîne un déficit de synthèse de mélanine, qui se manifeste par une perte de pigmentation des yeux et de la peau.
Microchirurgie embryonnaire et explants
Les embryons de xénope et notamment de Xenopus laevis qui sont plus gros se prêtent très bien à des expériences de microchirurgie embryonnaire. Le tissu disséqué se développe et se différencie dans une simple solution saline. Le xénope est aussi utile pour produire des cultures cellulaires de cellules pluripotentes : les cellules de la calotte (ou coiffe) animale, prélevées sur des blastulas. Sans intervention, ces cellules finissent par se développer en petits organoïdes épidermiques.
Analyse comparative des structures
En effet, l’injection d’une seule cellule de l’embryon à deux cellules peut cibler le côté gauche ou droit de l’embryon. En utilisant des traceurs fluorescents (GFP) ou enzymatiques (β-galactosidase), on peut facilement détecter le côté injecté de l’embryon et le comparer au côté non injecté.
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Etude du transcriptome
Le xénope est un excellent modèle pour l'analyse du transcriptome d’explants de calotte animale de stade 12. Ces résultats montrent que les signatures de calottes animales obtenues via RNA-seq distinguent facilement les conditions d’induction neuronale et épidermique. On voit bien la puissance du xénope pour les criblages très précis.
Contributions à la biologie fondamentale
Le xénope n’a pas été que utile pour étudier le développement embryonnaire stricto sensu mais a aussi permis des avancées dans des domaines de génétique et de biologie cellulaire plus fondamentaux. Par exemple, la mise en évidence de CSF chez le xénope. Si on réalise un transfert cytoplasmique d’un ovocyte mature non fécondé vers l’une des cellules d’un embryon à 2 cellules, cette cellule ne se divise plus (elle est dit « en arrêt CSF ») démontrant la capacité du cytoplasme de l’ovocyte mature à maintenir l’activité MPF et à bloquer le cycle.
Observation du développement in vivo
Au sortir de la femelle, les œufs non encore fécondés présentent des régions pigmentées et blanches correspondant respectivement à l’hémisphère animal et à l’hémisphère végétatif. Une demi-heure après la fécondation, l’œuf de xénope s’oriente en fonction de la pesanteur. L’hémisphère végétatif, plus dense, s’oriente vers le bas, laissant apparaître à l’observateur l’hémisphère animal pigmenté. Au centre de la tache de maturation, un point pigmenté marque l’emplacement où sont expulsés les globules polaires. Environ 2h30 après la fécondation, le premier plan de clivage de la première mitose apparaît. Il partage la cellule-œuf en deux premières cellules de taille identique. Le second plan de clivage apparaît 20 à 25 minutes après le premier plan de clivage et perpendiculairement à celui-ci. Par la suite, les plans de clivage se succèdent et découpent le volume de l’œuf fécondé en plusieurs centaines de cellules.
Polarité dorsoventrale
L'entrée du spermatozoïde lors de la fécondation induit une polarité dorsoventrale. Un mouvement d'équilibration se produit, entraînant la rotation du cortex cytoplasmique vers le point d'entrée du spermatozoïde. Cette rotation révèle le croissant gris, qui marque la future face dorsale de l'embryon.
Le Xénope : un modèle historique
Il est important de noter l'utilisation historique de Xenopus laevis comme test de grossesse (test de Hogben). De l’urine en provenance de la femme dont on veut savoir si elle enceinte est injecté dans une femelle Xénope. Si au bout de 48 heures, une ponte s’est déclenchée, cela veut dire que l’urine de la femme contenait de l’hCG (ou hormone chorionique gonadotropique) produite par le placenta et qui a provoqué la ponte des xénopes.
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Les cellules multiciliées (MCC)
Epiderme de xénope, "Xenopus laevis", au stade embryonnaire couvert de cellules multiciliées (MCC), vu en microscopie électronique à balayage. Ces cellules forment jusqu’à plusieurs centaines de cils motiles dont les battements facilitent le déplacement de certains fluides, particules et cellules dans l’organisme.
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